انتخاب صفحه

فهرست مطالب

چکیده …………………………………………………………………………………………….. 1

برای دانلود رایگان قسمت های بیشتراز فایل به انتهای مطلب مراجعه کنید

فصل اول: کلیات پژوهش

یکی از مجموعه های علوم و فنون کشاورزی، صنعت تولید گل و گیاهان زینتی می باشد. تولید تجاری گیاهان زینتی در سرتاسر جهان در حال رشد بوده و ارزش اقتصادی حاصل از صنعت پرورش گل در دو دهه گذشته افزایش چشم گیری داشته است. این صنعت پتانسیل خوبی برای رشد بیشتر و ادامه دار در بازارهای داخلی و بین المللی دارد.

با توجه به روند افزایشی واهمیتی که گل وگیاهان زینتی در قرن اخیر در اقتصاد کشورهای مختلف دنیا داشته و با توجه به اینکه تولید پیاز گل به عنوان یک فعالیت سود آور بین المللی محسوب می شود، توجیه اقتصادی تولید آن در سطوح متفاوت می تواند مورد ارزیابی قرا گیرد. ایران با داشتن شرایط اقلیمی متنوع، توانایی آن را دارد که بتواند در چهار فصل سال با یک برنامه ریزی دقیق و اصولی واستفاده بهینه از امکانات و بهره مندی از روشهای جدید ازدیاد مانند، تکنیکهای کشت بافت و ریزازدیادی در زمینه تولید وعرضه محصول به بازارهای جهانی گل و گیاهان زینتی قدم موثری بردارد و یکی از مدعیان حضور و رقابت در بازارهای جهان گل باشد. بر اساس یافته های تاریخی، جغرافیایی و علوم گیاهی، ایران خاستگاه بسیاری از گل های بهاری و گیاهان شناخته شده است. در طول هزاران سال ایرانیان به تکثیر و پرورش این گلها و گیاهان که از دامنه های زاگرس و البرز و دیگر دره ها و کو هها بدست می آمده، مشغول بوده و این فرهنگ بسیار پر ارزش و غنی از سرزمین ما بسوی سرزمین های دیگرمنتقل شده است، که نمونه بارز آن نفوذ گلهای ایرانی به کشور هلند می باشد که بخش وسیعی از اقتصاد این کشور بوسیله تولید گل و گیاهانی است که از سرزمین ایران به آنجا رفته، بطور مثال لاله، سنبل، نرگس ، گل سرخ یا روز و غیره.

تکنولوژی کشت بافت دارای دامنه وسیعی از تکنیکهای با پتانسیل بالا می باشد که در همه این تکنیکها، سلول یا بافت گیاهی در یک محیط غذایی مصنوعی کشت داده می شوند تا بدین طریق از قطعات بافت یا سلولهای جدا شده گیاه کاملی حاصل شود؛ حدودا 156 جنس گیاه زینتی از طریق سیستم کشت بافت در آزمایشگاه‌‌های مختلف در سراسر جهان تکثیر می شوند، که تولید کنندگان عمده گیاهان زینتی عبارتند از: هلند (33درصد)، ژاپن (24درصد)، ایتالیا (11درصد)، ایالات متحده آمریکا (12درصد)، تایلند (10درصد)، وسایر کشورها (14درصد). کشورهای عمده صادر کننده گیاهان زینتی عبارتند از هلند (59درصد)، کلمبیا (10 درصد)، ایتالیا  (16درصد)، فلسطین اشغالی (4درصد)، اسپانیا (2درصد)، کنیا (1درصد) ‌و دیگر کشور‌ها (18درصد) Rout,mohapatra, 2006)).

درمقایسه‌ای که از نظر تولید، بین کشورهای تولید کننده تجاری با کشورهای مبداء انجام شد، مشاهده می شود که اکثر کشورهایی که خاستگاه این گیاهان هستند، مقدار تولیدشان کمتر می باشد؛ بنابراین سازگاری و اصلاح این گونه ها باید مورد توجه قرار گیرد، که این امر در کشورهای تولیدکننده جهانی دنبال می شود. جنسهایی که در سطح بیش از 900 هکتار در جهان تولید می شوند عبارتند از: سنبل، گلایول، زنبق، سوسن، نرگس و لاله (ناصری و ابراهیمی، 1377).

1-2: آمار جهانی گیاهان پیازی

از 5/212 میلیون گیاه موجود در جهان تعداد 157 میلیون گونه گیاه زینتی وجود دارد، صادرات غالب گیاهان زینتی در کشور هلند، شامل:  سنبل، آنتوریوم، بگونیا، بنفشه آفریقایی، گل شیپوری، فیکوس، سیکلامن، اسپاتی فیلیوم، گل صدتومانی می باشد (Rout,mohapatra, 2006).

آمارهای جهانی نشان می دهد، که گل سنبل از نظر ارزش فروش مقام بیست و سوم را در جهان در  بین فرآورده های زینتی دارا می باشد. سنبل دارای اسانس های فرار و مواد ساپونین دار و لزج است و جوشانده اش برای رفع هر نوع سرگیجه به عنوان گیاه دارویی معرفی شده است و ترکیب آن با گل بنفشه و زنجبیل و تخم زبان گنجشک برای تقویت بدن استفاده می شود (امینی، 1378). در حال حاضر کشور هلند 95 درصد پیاز سنبل دنیا را تامین می کند. در سال1990و1991 سطح زیر کشت سنبل در هلند 1/718 هکتار بود. صادرات پیاز سنبل در سال 1989 و1990به میزان 167 میلیون پیاز بود. هر ساله در فرانسه و ژاپن حدود 20 هکتار زیر کشت سنبل می رود (ناصری و ابراهیمی، 1381).

ریز نمونه های خشک شده

ریز نمونه های خشک شده

1-1: مقدمه ………………………………………………………………………………………….. 4

1-2: آمارجهانی پیازی ………………………………………………………………………………. 5

1-3: تاریخچه………………………………………………………………………………………….. 7

1-4: گیاهشناسی……………………………………………………………………………………. 8

1-4-1:  موروفولوژی …………………………………………………………………………………  9

1-4-2:  سوخ سنبل …………………………………………………………………………………  11

1-4-3: فلس …………………………………………………………………………………………  12

1-5: گلدهی ……………………………………………………………………………………….  13

1-7: تقیسم بندی سنبل از نظر گل آذین ……………………………………………………..  14

1-8: کاربرد …………………………………………………………………………………………  14

1-9: عوامل موثر در رشد ونمو سوخ ها وگلدهی ………………………………………………..  15

1-9-1: اندازه سوخ ………………………………………………………………………………….  15

1-9-2: تشکیل برگ …………………………………………………………………………………..  16

1-9-3: عوامل محیطی ………………………………………………………………………………..  16

1-10: روشهای تکثیر …………………………………………………………………………………..  16

1-10-1: تکثیر جنسی …………………………………………………………………………………  16

1-10-2: تکثیر غیر جنسی ……………………………………………………………………………  17

1-11: هدف ……………………………………………………………………………………………..  19

1-12: کشت بافت …………………………………………………………………………………….  19

1-12-1: انواع کشت بافت …………………………………………………………………………. 20

1-13: محیط کشت و بررسی اثرات فاکتورهای مختلف در محیط کشت ……………………… 20

1-13-1: مواد غیر آلی ……………………………………………………………………………….. 21

1-13-2: مواد آلی …………………………………………………………………………………….. 22

1-13-3: ویتامین ها …………………………………………………………………………………… 22

1-13-4: تنظیم کننده های رشد گیاهی …………………………………………………………… 23

1-13-4-1: اکسین ها …………………………………………………………………………………. 23

1-13-4-2:سیتوکنین ها ……………………………………………………………………………….. 23

1-13-4-3:جیبرلین ها ………………………………………………………………………………….. 23

1-13-4-4:اسید آبسزیک ………………………………………………………………………………. 24

1-13-4-5:اتیلن ………………………………………………………………………………………… 24

1-13-5: عوامل فیزیکی ………………………………………………………………………………… 24

1-13-6: قطعات جدا کشت ………………………………………………………………………….. 25

1-14: چگونگی انتخاب محیط کشت …………………………………………………………………. 25

1-15: تمایز اندام ………………………………………………………………………………………. 25

1-16: ریز ازدیادی گیاهان از طریق کشت بافت …………………………………………………….. 26

1-17: ریشه زایی ……………………………………………………………………………………… 26

فصل دوم: ادبیات وپیشینه پژوهش

شوان وشیلدن (1838)، آزمایشات کشت بافت گیاهی را با ارائه تئوری توتی پوتنسی آغاز کردند، مفهوم توتی پوتنسی اشاره به این دارد که هر سلول زنده مانند یک واحد مستقل و توانا عملکرده، قادر به ایجاد ارگانیسم جدید می باشد، همچنین باعث تحریک توده بافت گیاهی و یا تک سلولهای جدا شده برای باززایی می شود بنابراین هر سلول گیاهی ممکن است در اثر شکل پذیری فیزیکی و یا تحریک محیطی خصوصیات توتی پوتنسی از خود نشان دهد (طباطبایی، 1388).طباطبایی (2009) بیان کرد که تکنیک کشت بافت گیاهی این امکان را برای اصلاح کنندگان فراهم می سازد تا با حفظ و یا تغییر منابع ژنتیکی و همچنین افزایش تنوع ژنتیکی، بتواند ژنوتیب برتر را انتخاب کرده و در حد بالایی تکثیر نماید . طی گزارشات روت و همکاران (2006) ریز ازدیادی گل و گیاه زینتی از طریق کشت درون شیشه ای برای اولین بار در انگلیس و فرانسه در دهه 1960 شروع شد، ارکیده ها، گلهای داوودی و میخک اولین گیاهانی بودند که تکثیرشان با سیستم درون شیشه ای مورد بررسی قرار گرفت. تکنیک کشت بافت گیاهی به نسلهای بعد کشیده شد و در آغاز دهه 1970 کاربرد عملی زیادی یافت، امروزه بسیاری از آزمایشگاههای تجاری در اروپا، آمریکای شمالی و جنوب شرقی آسیا سالانه میلیون ها ارکیده را با قیمت پایین تولید می کنند.  پس از مطالعات دانشمندان، تکثیر همسانه ای گلها وگیاهان در مقیاس تجاری آغاز شد، تکثیر همسانه ای درون شیشه ای موجب دستیابی به تولید تجاری گیاهچه گلها و گیاهان زینتی شد.به گزارش واندر (1992) کشت بافت در بیشتر از 50 نوع گل سوخ دار تشریح شده است، اما تنها لیلیوم به صورت تجارتی تولید می شود.  با آزمایشات نیتچ وهمکاران (1967) سیتوکنین ها معمولا به عنوان افزایش دهنده تشکیل جوانه ها در بسیاری از اندامهای کشت بافتی در محیط درون شیشه ای می باشند.به گزارش جونگ (1996)، وارشنی (2001) و  بهرو کامپتن (2004) یکی از بهترین و فراوان ترین روش ازدید لیلیوم در محیط کشت درون شیشه ای، استفاده از قسمت رویشی فلس می باشد.طی آزمایشاتی عوامل مختلفی روی باززایی جوانه های نابجا در کشت درون شیشه ای فلس لیلیوم، موثر می باشد از جمله غلظت اکسین ، سیتوکنین (Jeong, 1996; Varshney et al, 2001)، غلظت ساکارز (Jeong, 1996; Varshney et al, 2001)، تیمار نوری(Varshney et al, 2001;  Kumar et al, 2005) ، موقعیت فلس و نوع ریز نمونه (Jeong, 1996; Varshney et al, 2001) .

در گیاه سنبل اولین تحقیقات کشت بافتی توسط سانیوسکی وهمکاران در سال 1974 انجام گردید درآن آزمایشات بیشترین تاثیر را روی تشکیل پیاز، تعادل بین دو هورمون اکسین و سایتوکنین دانستند، در محیط بدون هورمون یا محیطی با غلظتppm  1یا 10  هیچگونه رشد و اندام زایی را نداشتند. و وجود NAA در غلظت بالا باعث ایجاد کالوس و تولید ریشه و غلظت مساوی بین NAA و BA  از تشکیل کالوس و ریشه جلوگیری می کند. استیگمان و پیریک در سال 1975ورودنیکی درسال 1979 طی آزمایشاتی با کشت درون شیشه ای سنبل  به این نتیجه رسیدند که با اضافه کردن IAA  تعداد پیازهای تولید شده سنبل افزایش یافته و اضافه نمودن GA3 از تشکیل پیاز جلوگیری می کند. تاکایاما در طی تحقیقاتی (1980) افزودن مقادیر کم NAA را در محیط کشت سبب بهتر شدن تشکیل پیازچه دانستند. آرتریک و همکاران ( 1981) طی آزمایشاتی گزارش نمودند، که برای باززایی پیازچه اضافه نمودن NAA به تنهایی مناسب تر از ترکیب آن با سیتوکنین می باشد.  کیم وهمکاران ( 1981) با ازدیاد درون شیشه ای سنبل روی بسترMS محتوی  mg/l3 BA و mg/l 3/0 NAA تعداد پیازچه ها را تا 90% افزایش دادند.  تاکایاما و همکاران (1982) تاثیر سیتوکنین و اکسین را در اندام زایی Lilium auratum Lindl.  وLilium  speciosum Thunb. cv.Uchida  در شرایط درون شیشه ای مورد بررسی قرار دادند و گزارش کردند، افزودن هورمونهای گیاهی به محیط کشت، جهت تمایز و رشد اندام ها ضروری است، نتایج مطالعات این محققین، نشان دادند، که شرایط بهینه برای تشکیل سوخک های متعدد در گونه Lilium auratum Lindl. محیط کشت MS حاوی 1/0 میلی گرم در لیتر NAA به همراه 7/9 میلی گرم در لیتر KIN یا 1/3 میلی گرم در لیتر BA و در گونه L. speciosum Thunb. cv.Uchida  محیط کشت MS  حاوی 1/0 میلی گرم در لیتر NAA به همراه 3 میلی گرم در لیتر Kin یا 1 میلی گرم در لیتر BA است، همچنین با افزایش غلظت NAA تمایز ریشه تحریک می شود، اما غلظت های بالاتر اثر بازدارنده دارد .نیمی (1984) گزارش نمود که در Lilium rubellum توانایی تکثیر و تولید پیازچه ها در ریز نمونه های حاصل از ساقه بیشترین میزان را داشتند، به طوری که 98% از ریز نمونه ها سوخک تولید نمودند .نیمی (1985) گزارش کرد، که NAA به میزان 05/0 و 1/0 میلی گرم بر لیتر، تشکیل پیازچه ها را در Lilium rubellum تحریک می کند، و اضافه کردن BA تاثیر بسیار کمی دارد.  تاکایاما و همکاران (1991) به این نتیجه رسیدند، که در محیط کشت مایع غلظتهای بالای BA، تشکیل پیازچه را در سنبل تحریک می کند.  بچ و همکاران (1992) با کشت ریز نمونه های سنبل در بستر(w/v) 3% ساکارز (mM 6/87) یا فروکتوز mM) 5/166) یا گلوکز (mM 5/166) توانستند پیازهای بیشتری را نسبت به  بستر 6% تولید کنند.  دابروسکی (1992) به نقل از بسیاری از پژوهشگران آورده اند که اثر تنظیم کننده های رشد در اندام زایی لیلیوم های کشت شده متفاوت بوده، سیتوکنین ها روی باززایی پیازچه وشاخه های حاصل از مریستم تاثیر تحریک کنندگی اندک داشته، و موثرترین غلظت NAA را برای تشکیل پیازچه لیلیوم mgl1 1/0گزارش کرد. همچنین گزارش کردند، که تشکیل پیازچه از ریز نمونه های اولیه لیلیوم رقم  Sonnentiger در محیط کشت حاوی نفتالین استیک اسید (mgl1 1/0) و غلظت پایین سیتوکنین(mgl1 3/0 ،1/0) در بالاترین میزان خود بود، و بالاترین تعداد پیازچه در محیط کشت حاوی نفتالین استیک اسید، 2ip و بنزیل آدنین باغلظت 1/0 میلی گرم در لیتر بدست می آید.  کومر و همکاران (1992) و الگراری و همکاران (1987) با انجام آزمایشاتی به این نتیجه رسیدند، که BA القای سوخک را از بخشهای مختلف سوخ در گیاهان خانواده سنبل، مانند Muscari botryoides وUrginea maritime، افزایش می دهد.

2: بررسی منابع ……………………………………………………………………………………… 28

تولید جوانه حاصل از کشت برگ در محیط

تولید جوانه حاصل از کشت برگ در محیط

فصل سوم: فرآیند پژوهش

مواد گیاهی مورد استفاده در این تحقیق شامل برگ ،فلس و طبق سوخ گیاه زینتی سنبل بود، که از گلخانه تجاری سیکاس واقع در جاده ساری قائمشهر تهیه گردید و در دمای 4 درجه سانتی گراد یخچال  به مدت 3 ماه نگهداری شد، تا نیاز سرمایی آن برطرف شود. سپس در آبان ماه سوخها در داخل بستر سبک (پرلیت:خاک به نسبت 1:1) که از قبل استریل گردید کشت شدند. قطر سوخ ها به طور متوسط 3-4 سانتی متر انتخاب شد و زمانی که اندازه برگها 4-5 سانتی متر شد(شکل 1-3)، از برگ، فلس و طبق آن برای کشت بافت استفاده شد، محیط کشت مورد استفاده در این تحقیق محیط کشت پایه  موراشیگی و اسگوگ (MS ) تغییر یافته می باشد (Murashige and Skoog,1962 ).(جدول شماره 3-1، 3-2، 3-3)غلظت آگار در این محیط 8/0درصد ومیزان ساکارز 3 درصد در نظر گرفته شد.pH محیط کشت با  استفاده از NaOH یک نرمال بوسیله pH متر در محدوده 8/5-7/5 تنظیم شد. برای استریل کردن محیط کشت از اتوکلاو در دمای 121 درجه سانتیگراد همراه با فشار 2/1 اتمسفر به مدت 20 دقیقه استفاده شد. پس از استریل کردن با اتوکلاو،ظروف حاوی محیط کشت به اتاقک کشت منتقل شدند ودر شیشه های مربای کوچک استریل توزیع شدند.

 

زمان استفاده از پیازچه سنبل برای کشت بافت

زمان استفاده از پیازچه سنبل برای کشت بافت

3-1: مواد گیاهی ومحیط کشت استفاده شده …………………………………………………. 35

3-2: محلولهای ذخیره وطرز تهیه آنها …………………………………………………………….. 35

3-2-1: طرز تهیه محلول ذخیره عناصر ماکرو …………………………………………………….. 36

3-2-2: طرز تهیه محلول ذخیره عناصر میکرو …………………………………………………….. 36

3-2-3: طرز تهیه محلول ذخیره آهن-سدیم ……………………………………………………… 37

3-2-4: طرز تهیه محلول ذخیره ویتامین ها ………………………………………………………. 38

3-2-5: میو اینوزیتول …………………………………………………………………………………. 39

3-2-6: محلول ذخیره هورمونها ………………………………………………………………………. 39

3-3: تهیه محیط کشت………………………………………………………………………………… 39

3-4: ریزنمونه مورد استفاده …………………………………………………………………………. 40

3-4-1: ضد عفونی ریز نمونه …………………………………………………………………………. 40

3-5: تعیین بهترین تنظیم کننده رشد ……………………………………………………………….. 43

3-6: اندازه گیری صفات ………………………………………………………………………………. 43

3-7: محیط ریشه زایی ………………………………………………………………………………… 44

3-8: سازگاری گیاهچه ها وانتقال به محیط خاک ……………………………………………….. 44

3-9: تجزیه داده های آماری …………………………………………………………………………. 44

فصل چهارم: یافته های پژوهش

4-1: اثر متقابل هورمونها وبافتها ……………………………………………………………………. 46

4-1-1-1:  تولید پیازچه در فلس ……………………………………………………………………… 48

4-1-1-2:  قطر وطول پیازچه در فلس ………………………………………………………………. 49

4-1-1-3: درصدکالوس زایی در فلس ……………………………………………………………….. 51

4-1-1-4: درصد ریشه زایی در فلس ……………………………………………………………….. 52

4-1-1-5: طول ریشه در فلس ……………………………………………………………………….. 54

4 -1-1-6:  درصد تولید جوانه در فلس ……………………………………………………………… 55

4-1-1-7: طول جوانه در فلس ………………………………………………………………………… 57

4-1-2: برگ …………………………………………………………………………………………….. 58

4-2-2-1:تعداد پیازچه در برگ ………………………………………………………………………… 61

4-2-1-2: قطر و طول پیازچه در برگ ………………………………………………………………… 63

4-2-1-7: درصد کالوس زایی در برگ ……………………………………………………………….. 65

4-2-1-3: درصد ریشه زایی در برگ …………………………………………………………………. 66

4-2-1-4: طول ریشه در برگ ……………………………………………………………………….. 67

4-2-1-5: درصد تولید جوانه در برگ ………………………………………………………………… 68

4-2-1-6: طول جوانه در برگ ………………………………………………………………………… 70

4-3: بررسی ریشه زایی ……………………………………………………………………………… 71

برای دانلود رایگان قسمت های بیشتراز فایل به انتهای مطلب مراجعه کنید

فصل پنجم: بحث و نتیجه گیری

تنظیم کننده های رشد به عنوان مهم ترین عوامل بر روی تمایز یابی و رشد گیاه می باشند. تمایزیابی اندام های پیاز در سنبل به ریشه و پیازچه، بستگی به تعادل هورمونی بین اکسین و سیتوکنین دارد، در محیط فقط NAA هر چه میزان آن بیشتر می شود تولید پیازچه افزایش می یابد؛ که با نتایج کونگ بانکرد و همکاران در سال 2005 که هورمون نفتالین استیک اسید را باعث افزایش القای پیازچه از ریز نمونه های فلس پیاز Charybdis numidica دانسته مطابقت دارد که نقش موثر اکسین را در القای پیازچه نشان می دهد.

کشت فلس سنبل،  در محیط  بدون هورمون دارای متوسط پیازچه 13/2 عدد می باشد که  با افزایش غلظت

BA تغییر محسوسی در تولید پیازچه نداشت و در اثر متقابل دو هورمون BA و NAA اضافه نمودن NAA به مقدار کم می تواند تولید پیازچه را افزایش دهد. طیق گزارشات هاسی در سال 1975 در بین بخشهای گیاه که قابلیت باززایی نشان می دهند، فلسها هیچ احتیاجی به افزودن اکسین ندارند و افزایش بیشتر BA نسبت به NAA تعداد پیازچه یشتری را در پی داشت، که با نتایج دان جینیو و همکاران در سال 1983 روی سنبل مطابقت دارد. در حالیکه با نتایج چو و همکاران در سال 1992 روی نرگس مطابقت ندارد.

برای باززایی پیاز ها ترکیب NAA با BA مناسب تر از اضافه نمودن NAA  به تنهایی است که با گزارش آرتریجک و همکاران در 1981 مطابقت ندارد. در این پژوهش افزودن 5/0 میلی گرم NAA همراه با 1میلی گرم BA بیشترین تعداد پیازچه را داشت در حالیکه آزادی و خوشخوی (2007 ) تعداد 41/5 پیازچه را  از ریز نمونه های فلس پیاز Lilium ledebourii  در محیط کشت  MSبا محتوای BA 1/0 میلی گرم بر لیتر و NAA 1/0 میلی گرم بر لیتر بدست آوردند. نیمی در سال 1995 در پژوهشی از طریق کشت قطعات فلس پیاز Lilium japonicum روی بستر پایه MS همراه با  NAA   1/0میلی گرم بر لیتر و BA 01/0 میلی گرم بر لیتر افزایش تعداد پیازچه های باززایی شده، را گزارش داد.

نتایج تحقیقات تاکایاما در سال1980 که افزودن مقادیر کم NAA  در محیط کشت سبب بهتر شدن تشکیل پیازچه می شود و میساتو وهمکاران در سال 1994 که غلظت های بالای سیتوکنین و غلظت های کم اکسین برای تولید پیازچه ها در Lilium japonicum ضروری دانسته و نتایج سانتوز و همکاران در سال 2000 که افزایش نسبت سیتوکنین به اکسین منجر به القای پیازچه از فلسهای دوتایی در گیاه Narcissus asturiensis  گردید. و نتایج تاکایاما و همکاران در سال1991 که در محیط کشت مایع غلظتهای بالای BA، تشکیل پیازچه را در سنبل تحریک می کند. این پژوهش را تایید می کند. بنابراین چنین می‌توان نتیجه گرفت که غلظت های بالای سیتوکنین و غلظت های کم اکسین می تواند تولید پیازچه را افزایش دهد.

به نظر می رسد که ترکیب اکسین و سیتوکنین در تولید پیازچه ضمن اثر افزایشی نسبت به هم باعث تقسیم یاخته ای و تحریک به رشد و نمو پیازچه ها و افزایش قطر و طول پیازچه می شوند که با پژوهش پیریک و سانیوسکی همسویی دارد، در این پژوهش در محیط BAبا غلظت 2 میلی گرم بر لیتر و NAA 5/0 میلی گرم بر لیتر بیشترین قطر و طول پیازچه را نشان داد، نتایج آزمایش سیگدم و همکاران در سال 2007 روی موسکاری بیشترین تعداد پیازچه در محیط 2 میلی گرم BA و2 میلی گرم NAA  بدست آمد، در صورتیکه بونگ و همکاران در سال 2004 بیشترین قطر پیازچه را در  لیلیوم در محیط BA M با Mµ 2/22  بدست آوردند. آزادی و همکاران (1385) با آزمایشاتی روی لیلیوم غلظت 5/0 میلی گرم در لیتر BA و 01/0 میلی گرم در لیتر NAA بیشترین قطر و طول پیازچه را داشتند.

در محیط بدون هورمون و فقط NAA یا فقط BA تغییرات محسوسی در طول و قطر پیازچه وجود نداشت در صورتیکه آزادی و همکاران (1385) با آزمایشاتی روی لیلیوم در محیط فاقد تنظیم کننده های رشد کمترین قطر پیازچه را داشتند.

 کالوس، اصولا یک بافت غده ای کم و بیش تمایز نیافته است، که معمولا در محل زخمهای ایجاد شده در بافتها و اندامهای تمایز یافته، ایجاد می شود، عمل تحریک برای کالوس، القای کالوس نامیده می شود. تشکیل کالوس در گیاهان تک لپه، معمولا کمتر از گیاهان دو لپه، صورت می گیرد؛ به همین دلیل، برای تحریک هورمونی، تشکیل کالوس، نیاز به اضافه کردن هورمون اکسین می باشد (باقری، 1386). در این آزمایش وجود فقط BA در محیط کشت و غلظت زیاد BA  نسبت به NAA و بدون هورمون کمترین کالوس را نشان داد، در صورتیکه وجود فقط NAA باعث ایجاد کالوس و افزایش غلظت آن کالوسهای  بیشتری را در فلسهای کشت شده نشان داد، که با نتایج سانیوسکی در سال 1974 مطابقت دارد و در غلظت مساوی بین NAA و BA  تشکیل کالوس به میزان زیادی مشاهده شد که با پژوهش سانیوسکی همسویی مطابقت ندارد. در پژوهش میساتو غلظت 1 تا 10 میلی گرم در لیتر NAA تشکیل کالوس را سرعت داد، که نشان دهنده افزایش کالوس زایی با NAA می باشد و با نتایج ما مطابقت دارد.

طبق گزارشات هاسی در سال 1975، غلظت ppm 5/0 NAA ترکیبی از کالوس و پیازچه را بر روی بافتها تشکیل دادند و در غلظتهای بالاتر ppm 2 کالوسهای سفید بر روی ریز نمونه تشکیل شد. که با آزمایشات ما مطابقت دارد.

در این آزمایش سیتوکینین اثر بازدارندگی در ریشه زایی داشت ولی با افزایش غلظت NAA تمایز ریشه تحریک می شود به طوریکه در غلظت بالای NAA بیشترین درصد ریشه زایی را داریم که با نتایج تاکایاما در سال 1982 مطابقت دارد. و در غلظت مساوی BA و NAA ریشه زایی وجود دارد که با نتایج  Asher و   Stimart در سال 1978 که محیطهای حاوی غلظت مساوی اکسین و سیتوکنین باعث بیشترین تعداد ریشه گردید همسویی دارد. ولی با افزایش NAA و کاهش BA درصد ریشه زایی افزایش یافت که با پژوهش سانیوسکی در سال 1974 که غلظت مساوی آنها از تشکیل ریشه جلوگیری می شود مطابقت ندارد؛ که می تواند ناشی از نوع گونه یا رقم باشد. در صورتیکه با افزایش غلظت BA و محیط های فقط BA کمترین درصد ریشه زایی را داریم که با گزارش آزادی و همکاران در سال 1385  همسویی ندارد. آزادی و همکاران (1385) بیشترین درصد ریشه زایی مربوط به تیمار BA 5/0 میلی گرم در لیترو NAA 01/0 میلی گرم در لیتر درسوسن چلچراغ بود.  نت در سال 1998 و توسلیان در سال 1380  گزارش نمود که اضافه کردن NAA در مقایسه با محیط فاقد تنظیم کننده های رشد، به طور معنی داری باعث افزایش تعداد ریشه گردید که با افزایش سطوح  NAA میزان ریشه زایی بیشتر می شود. که با نتایج این پژوهش همسویی دارد. نتایج آزمایش سیگدم وهمکاران در سال 2007 روی موسکاری بیشترین تعداد ریشه و طول ریشه را در محیط 1 میلی گرم بر لیتر BA و 5/0 میلی گرم  بر لیتر NAA نشان داد.

5-1: اثر متقابل هورمونها در فلس ………………………………………………………………… 74

5-2: اثر متقابل هورمونها در برگ …………………………………………………………………. 78

5-3: نتیجه گیری ……………………………………………………………………………………. 82

5-4: پیشنهادات ……………………………………………………………………………………. 83

منابع ………………………………………………………………………………………………… 85

چکیده انگلیسی ………………………………………………………………………………….. 90

Abstract:

This research was conducted to study the role of different phytohormones on in vitro culture and micropropagation of Hyacinth using various explants (leaf segments, scales and basal plates) in a completely randomized factorial design with 15 replications. Hormonal treatments included combinations of 5 levels of Benzyladenine (BA) (0, 0.2, 0.5, 1 and 2 mg L-1) and 5 levels of Naphthaleneacetic Acid (NAA) (0, 0.1, 0.5, 1 and 2 mg L-1). After each subculture different parameters i.e., bulblet number and diameter, callusing percentage, rooting rate and root length, shooting percentage and shoot length were recorded. Results showed that basal plates did not respond to different media. The highest numbers of bulblets (7.43 bulblets per explant) were derived from leaf segments on a medium supplemented with 1 mgL-1 BA and 0.1 mgL-1 NAA, while scale explants produced the highest numbers of bulblets (6.53) on a medium with 1 mgL-1 BA and 0.5 mgL-1 NAA. The largest bulblets from leaf explants (8.25 and 13.5 mm in diameter and length, respectively) were produced on a medium supplemented with 1 mgL-1 BA and 0.5 mgL-1 NAA, but the largest bulblets produced from scales were 9.33 mm in diameter and 11.3 mm in length which were produced on a medium supplemented with 2 mgL-1 BA and 0.5 mgL-1 NAA. Callusing rate in leaf tissues was generally higher than scales and showed a direct correlation with NAA concentration. On scales, the highest rate of direct rooting was observed on a medium with 2mgL-1 BA and 1 mgL-1 NAA (84.73 %), but the longest roots with an average length of 17.9 mm were produced on medium including 1 mgL-1 BA and 0.5 mgL-1 NAA. On the other hand, compared with scales, rooting percentage was generally higher in leaf explants and roots were produced in all media supplemented with at least 0.5 mgL-1NAA. On scales, the highest shoot induction rate were obtained on a medium with 0.1 mgL-1 NAA, while the longest shoots with an average of 14.7 mm were produced on medium supplemented with 1 mgL-1 BA and 0.1 mgL-1 NAA. For leaf explants,  the highest shooting rate  (71.73 %) were observed on a medium supplemented with 2 mgL-1 BA and 2 mgL-1 NAA, and the longest shoots (19.9 mm) were obtained on medium supplemented with 2 mgL-1 BA and 0.1 mgL-1 NAA. The results of this study revealed that highest regeneration rates were observed on media with a higher BA and lower NAA concentrations. Applying this method, from a primary bulb with a 40 mm diameter, an average of 250 new bulblets was produced. After acclimatization the regenerated bulblets were transferred to greenhouse.



بلافاصله بعد از پرداخت به ایمیلی که در مرحله بعد وارد میکنید ارسال میشود.


فایل pdf غیر قابل ویرایش

قیمت25000تومان

خرید فایل word

قیمت35000تومان